Chlamydiae
Microbiologie
Les chlamydiae ont une enveloppe gram-négative sans peptidoglycane détectable ; cependant, une analyse génomique récente a révélé que C. trachomatis et C. pneumoniae codent tous deux pour des protéines qui forment une voie presque complète pour la synthèse du peptidoglycane, y compris des protéines de liaison à la pénicilline10. Les chlamydiae partagent également un antigène lipopolysaccharide spécifique du groupe et utilisent l’adénosine triphosphate (ATP) de l’hôte pour la synthèse de la protéine chlamydiale10. Bien que les chlamydiae soient auxotrophes pour trois des quatre nucléosides triphosphates, elles codent pour des enzymes fonctionnelles de métabolisation du glucose, qui peuvent être utilisées pour générer de l’ATP10. Comme pour la synthèse du peptidoglycane, pour une raison quelconque, ces gènes sont désactivés, ce qui peut être lié à leur adaptation à l’environnement intracellulaire. Toutes les chlamydiae codent également une protéine abondante appelée protéine majeure de la membrane externe (MOMP ou OmpA) qui est exposée en surface chez C. trachomatis et C. psittaci mais apparemment pas chez C. pneumoniae.10 La MOMP est le principal déterminant de la classification sérologique des isolats de C. trachomatis et C. psittaci. Les chlamydiae sont sensibles aux antibiotiques qui interfèrent avec la synthèse de l’ADN et des protéines, notamment les tétracyclines, les macrolides et les quinolones. C. pneumoniae est dépourvue d’une voie de récupération ou de biosynthèse du tryptophane et est résistante aux sulfamides et au triméthoprime.4
Les chlamydiae ont un cycle de développement unique avec des formes infectieuses et reproductives morphologiquement distinctes : le corps élémentaire (EB) et le corps réticulé (RB ; Fig. 184-1). Après l’infection, les EB infectieux, qui ont un diamètre de 200 à 400 nm, se fixent à la cellule hôte par un processus de liaison électrostatique et sont introduits dans la cellule par endocytose qui ne dépend pas du système microtubulaire. Les EB sont semblables à des spores ; ils sont métaboliquement inactifs mais stables dans l’environnement extracellulaire. Dans la cellule hôte, l’EB reste à l’intérieur d’un phagosome à membrane, avec inhibition de la fusion phagosomique-lysosomique. La membrane de l’inclusion est dépourvue de marqueurs de la cellule hôte, mais les marqueurs lipidiques circulent vers l’inclusion, ce qui suggère une interaction fonctionnelle avec l’appareil de Golgi. Les chlamydiae semblent contourner la voie endocytique de l’hôte, en habitant une vacuole non acide qui est dissociée des endosomes tardifs et des lysosomes. Les EBs se différencient ensuite en RBs qui subissent une fission binaire. Après environ 36 heures, les RBs se différencient à nouveau en EBs. Malgré l’accumulation de 500 à 1000 EB infectieux dans l’inclusion, la fonction de la cellule hôte est très peu perturbée. Vers 48 heures, la libération peut se faire par cytolyse ou par un processus d’exocytose ou d’extrusion de l’inclusion entière, laissant la cellule hôte intacte. Cette stratégie est très efficace et permet à l’organisme de provoquer une infection chronique essentiellement silencieuse.
Un certain nombre d’études in vitro ont remis en question ce paradigme biphasique. Les chlamydiae peuvent entrer dans un état persistant in vitro après un traitement avec certaines cytokines, comme l’interféron-γ (IFN-γ) ; un traitement avec des antibiotiques, spécifiquement la pénicilline ; une restriction de certains nutriments, y compris le fer, le glucose et les acides aminés ; une infection dans les monocytes ; et un choc thermique.4,11 Pendant l’état persistant, l’activité métabolique est réduite, et l’organisme est souvent réfractaire au traitement antibiotique. Ces différents systèmes produisent des caractéristiques de croissance similaires, y compris la perte d’infectivité et le développement de petites inclusions qui contiennent moins d’EB et de RB et des résultats ultrastucturels, plus précisément des RB morphologiquement anormaux, ce qui suggère qu’ils sont en quelque sorte altérés au cours de leur développement par ailleurs normal. Ces RB anormaux sont souvent appelés corps aberrants (AB). Il a également été démontré que la restriction de certains nutriments induit la persistance des chlamydiae. L’analyse ultrastructurale de C. pneumoniae traité par IFN-γ révèle également des inclusions atypiques qui contiennent de grands AB réticulés sans aucun signe de redifférenciation en EBs.
Un autre modèle d’infection persistante de C. pneumoniae est l’infection continue à long terme. Contrairement aux modèles décrits précédemment, les cultures continues deviennent spontanément persistantes lorsque les chlamydiae et les cellules hôtes se multiplient librement en l’absence de stress. L’infection par C. pneumoniae a été maintenue dans des cellules HEp-2 et A549 pendant plus de 4 ans sans centrifugation, ajout de cycloheximide ou d’IFN-γ.12 Les niveaux d’infection dans ces cellules infectées étaient élevés (70 à 80 %). Les études ultrastructurales ont révélé trois types d’inclusions dans ces cellules. Environ 90 % étaient de grandes inclusions typiques dont le diamètre variait approximativement de 5 à 12 µm. Le deuxième type (inclusions altérées) contenait à la fois des EB et des RB normaux, mais en nombre considérablement inférieur aux inclusions typiques, et des AB pléomorphes, dont la taille était jusqu’à quatre à cinq fois supérieure à celle des RB normaux (2,5 µm de diamètre) ; leur cytoplasme était homogène. Le troisième type d’inclusion était constitué de petites inclusions aberrantes, d’un diamètre moyen de 4 µm, contenant environ 60 AB dont la taille était similaire à celle des RB normaux mais qui semblaient denses comme des électrons et ne conservaient plus une forme sphérique lisse. Ces AB denses conservaient la structure caractéristique de la membrane externe de la chlamydia, avec très peu d’espace périplasmique, et les membranes étaient plus étroitement liées au corps de la chlamydia, comme pour les RB normaux. Aucun EB n’a été observé dans ces inclusions. Ces résultats montrent que le cycle de développement de C. pneumoniae peut combiner les formes de développement typiques avec la phase persistante en culture tissulaire.
Un autre mécanisme possible de la persistance des chlamydia pourrait être par un effet direct sur la cellule hôte, peut-être par un effet sur l’apoptose, qui est un régulateur important de la croissance cellulaire et du développement des tissus. L’apoptose est un processus génétiquement programmé et étroitement contrôlé, contrairement à la nécrose, qui implique une inflammation et des lésions tissulaires non spécifiques et des enzymes intracellulaires, une condensation du noyau et du cytoplasme et une fragmentation. On a constaté que de nombreux agents pathogènes microbiens, dont les chlamydiae, modulent l’apoptose cellulaire pour survivre et se multiplier. Il a été démontré que les Chlamydia spp. peuvent à la fois induire et inhiber l’apoptose de la cellule hôte, selon le stade du cycle de développement des chlamydiae.13 Les chlamydiae protègent les cellules infectées contre l’apoptose résultant de stimuli externes pendant les premiers stades de l’infection et peuvent induire l’apoptose de la cellule hôte pendant les stades ultérieurs du cycle de vie. Ainsi, les chlamydiae peuvent protéger les cellules infectées contre les mécanismes cytotoxiques du système immunitaire, et l’apoptose observée à la fin du cycle d’infection peut contribuer à la réponse inflammatoire car les cellules apoptotiques sécrètent des cytokines pro-inflammatoires et facilitent la libération de l’organisme des cellules infectées. Des études avec des cultures traitées par IFN-γ ont rapporté que les cellules infectées par C. trachomatis et C. pneumoniae résistent à l’apoptose sous l’effet de ligands externes, via l’inhibition de l’activation de l’espace caspien. Des données provenant d’études réalisées avec le modèle cellulaire d’infection continue à long terme ont montré des différences marquées dans l’effet de C. pneumoniae sur l’apoptose dans les cellules A549 infectées de façon aiguë et chronique.13 L’infection aiguë par C. pneumoniae a induit des changements apoptotiques dans les cellules A549 au cours des 24 et 48 premières heures après l’infection. L’induction de l’apoptose lors d’une infection aiguë peut faciliter la libération de C. pneumoniae de la cellule hôte. L’infection chronique par C. pneumoniae a inhibé les changements apoptotiques dans les 24 premières heures et jusqu’à 7 jours. Ces résultats suggèrent que l’inhibition de l’apoptose peut contribuer à protéger l’organisme lorsqu’il est à l’état intracellulaire et persistant.